Gastgeber-Gast-Chemie - Host–guest chemistry

In der Supramolekularen Chemie , Wirt-Gast - Chemie beschreibt Komplexe , die aus zwei oder mehr zusammengesetzt sind , Moleküle oder Ionen , die zusammen in einzigartigen strukturellen Beziehungen , die durch andere Kräfte als diejenigen der vollständigen gehalten werden kovalente Bindungen . Die Wirt-Gast-Chemie umfasst die Idee der molekularen Erkennung und Wechselwirkungen durch nicht-kovalente Bindungen . Nicht-kovalente Bindungen sind entscheidend für die Aufrechterhaltung der 3D-Struktur großer Moleküle wie Proteine ​​und sind an vielen biologischen Prozessen beteiligt, bei denen große Moleküle spezifisch, aber vorübergehend aneinander binden.

Obwohl nicht-kovalente Wechselwirkungen grob in solche mit eher elektrostatischen oder dispersiven Beiträgen unterteilt werden könnten, gibt es nur wenige häufig erwähnte Arten nicht-kovalenter Wechselwirkungen: Ionenbindung , Wasserstoffbrückenbindung , Van-der-Waals-Kräfte und hydrophobe Wechselwirkungen .

Kristallstruktur eines Wirt-Gast-Komplexes mit einem in einem Cucurbituril . gebundenen p-Xylylendiammonium

Ein Gast- N ₂ ist in einer wasserstoffverbrückten Wirtskapsel gebunden

Überblick

Die Wirt-Gast-Chemie ist ein Zweig der supramolekularen Chemie, bei der ein Wirtsmolekül mit einem Gastmolekül oder -ion eine chemische Verbindung eingeht. Die beiden Komponenten der Verbindung werden durch nicht kovalente Kräfte zusammengehalten, am häufigsten durch Wasserstoffbrücken . Die Bindung zwischen Wirt und Gast ist normalerweise sehr spezifisch für die beiden betroffenen Einheiten. Die Bildung dieser Komplexe steht im Zentrum der molekularen Erkennung .

Es besteht ein Gleichgewicht zwischen dem ungebundenen Zustand, in dem Wirt und Gast voneinander getrennt sind, und dem gebundenen Zustand, in dem ein strukturell definierter Wirt-Gast-Komplex vorliegt:

${\displaystyle H+G\rightleftharpoons \ HG}$

H ="Gastgeber", G ="Gast", HG ="Gastgeber-Gast-Komplex"

Die "Wirts"-Komponente kann als das größere Molekül angesehen werden und umfasst das kleinere "Gast"-Molekül. In biologischen Systemen werden die analogen Begriffe Wirt und Gast üblicherweise als Enzym bzw. Substrat bezeichnet.

Um synthetische Systeme zu entwerfen, die bestimmte Funktionen und Aufgaben erfüllen, ist es sehr wichtig, die Thermodynamik der Bindung zwischen Wirt und Gast zu verstehen. Chemiker konzentrieren sich auf den Energieaustausch verschiedener Bindungswechselwirkungen und versuchen, wissenschaftliche Experimente zu entwickeln, um die grundlegenden Ursprünge dieser nicht-kovalenten Wechselwirkungen zu quantifizieren, indem sie verschiedene Techniken wie NMR-Spektroskopie, UV- / sichtbare Spektroskopie und isotherme Titrationskalorimetrie verwenden. Die quantitative Analyse von Bindungskonstantenwerten liefert nützliche thermodynamische Informationen.

Thermodynamische Prinzipien der Wirt-Gast-Wechselwirkungen

Die thermodynamischen Vorteile der Wirt-Gast-Chemie ergeben sich aus der Idee, dass aufgrund der Wechselwirkung zwischen Wirt- und Gastmolekülen insgesamt eine niedrigere freie Gibbs-Energie vorhanden ist . Chemiker versuchen erschöpfend, die Energie und thermodynamischen Eigenschaften dieser nicht-kovalenten Wechselwirkungen zu messen, die in der gesamten supramolekularen Chemie zu finden sind; und hoffen, dadurch weitere Einblicke in das kombinatorische Ergebnis dieser vielen kleinen, nicht kovalenten Kräfte zu gewinnen, die verwendet werden, um einen Gesamteffekt auf die supramolekulare Struktur zu erzeugen.

Eine Assoziationskonstante , kann definiert werden durch den Ausdruck ${\displaystyle K_{a}^{\ominus}}$

${\displaystyle K_{a}^{\ominus}={\frac {\{HG\}}{\{H\}\{G\}}}={\frac {[HG]}{[H][ G]}}\times \Gamma}$

wobei {HG} die thermodynamische Aktivität des Komplexes im Gleichgewicht ist. {H} repräsentiert die Aktivität des Gastgebers und {G} die Aktivität des Gastes. Die Mengen , und sind die entsprechenden Konzentrationen und ist ein Quotient von Aktivitätskoeffizienten . ${\displaystyle [HG]}$${\displaystyle [H]}$${\displaystyle [G]}$${\displaystyle \Gamma}$

In der Praxis wird die Gleichgewichtskonstante normalerweise in Konzentrationen definiert.

${\displaystyle K_{a}={\frac {[HG]}{[H][G]}}}$

Wenn diese Definition verwendet wird, wird impliziert, dass der Quotient der Aktivitätskoeffizienten einen Zahlenwert von eins hat. Es scheint dann, dass die Gleichgewichtskonstante die Dimension 1/Konzentration hat, aber das kann nicht wahr sein, da die Standardänderung der freien Energie nach Gibbs proportional zum Logarithmus von K ist . ${\displaystyle K_{A}}$${\displaystyle \Delta G^{\ominus}}$

${\displaystyle \Delta G^{\ominus}=-RT\ln {K}}$

Dieses scheinbare Paradoxon gelöst wird , wenn die Dimension wird definiert der Kehrwert der Dimension des Quotienten von Konzentrationen zu sein. Daraus folgt, dass unter allen relevanten experimentellen Bedingungen ein konstanter Wert angenommen wird. Nichtsdestotrotz ist es üblich, einem experimentell ermittelten Wert von K eine Dimension wie etwa Millimol pro Liter oder Mikromol pro Liter zuzuordnen . ${\displaystyle \Gamma}$${\displaystyle \Gamma}$

Ein großer Wert zeigt an, dass Wirt- und Gastmoleküle stark wechselwirken, um den Wirt-Gast-Komplex zu bilden. ${\displaystyle K_{a}}$

Ermittlung verbindlicher konstanter Werte

Einfache Wirt-Gast-Komplexierung

Wenn sich Wirts- und Gastmoleküle zu einem einzigen Komplex verbinden, wird das Gleichgewicht dargestellt als

${\displaystyle H+G\leftrightharpoons HG}$

und die Gleichgewichtskonstante K ist definiert als

${\displaystyle K={\frac {[HG]}{[H][G]}}}$

wobei [X] die Konzentration einer chemischen Spezies X bezeichnet (alle Aktivitätskoeffizienten werden mit Zahlenwerten von 1 angenommen). Die Massenbilanzgleichungen an jedem Datenpunkt

${\displaystyle T_{H}=[H]+K[H][G]}$

${\displaystyle T_{G}=[G]+K[H][G]}$

wobei und die Gesamtkonzentrationen von Wirt und Gast darstellen, auf eine einzige quadratische Gleichung in beispielsweise [G] reduziert und so für jeden gegebenen Wert von K analytisch gelöst werden können. Die Konzentrationen [H] und [HG] können dann abgeleitet. ${\displaystyle T_{G}}$${\displaystyle T_{H}}$

${\displaystyle [H]=T_{H}-T_{G}+[G]}$

${\displaystyle [HG]=K[H][G]}$

Der nächste Schritt in der Berechnung besteht darin, den Wert, , einer Menge zu berechnen, die der beobachteten Menge entspricht . Dann kann eine Quadratsumme U über alle Datenpunkte np definiert werden als ${\displaystyle X_{i}^{calc}}$${\displaystyle X_{i}^{obs}}$

${\displaystyle U=\sum _{i=1,np}(X_{i}^{obs}-X_{i}^{calc})^{2}}$

und dies kann hinsichtlich des Stabilitätskonstantenwertes K und eines Parameters wie der chemischen Verschiebung der Spezies HG (nmr-Daten) oder ihrer molaren Absorptionsfähigkeit (uv/vis-Daten) minimiert werden. Die Minimierung kann in einer Tabellenkalkulationsanwendung wie EXCEL mithilfe des integrierten SOLVER-Dienstprogramms durchgeführt werden.

Dieses Verfahren sollte nur angewendet werden, wenn sicher ist, dass das 1:1-Addukt die einzige gebildete Komplexspezies ist. Eine einfache Überprüfung der Gültigkeit dieser Behauptung besteht darin, dass die Residuen eine zufällige Verteilung zeigen sollten ; andernfalls sollte die Bildung einer zweiten Art nach den Methoden des folgenden Abschnitts in Betracht gezogen werden. ${\displaystyle (X_{i}^{obs}-X_{i}^{calc})}$

Kernspinresonanz (NMR)-Daten

Satz von NMR-Spektren einer Wirt-Gast-Titration

Mit Kernspinresonanz (NMR) -Spektren die beobachtete chemische Verschiebungswert δ , von einem gegebenen Atom entstehen in einem Reagens Molekül enthalten und ein oder mehrere Komplexe von diesem Reagenz wird die Konzentration gewichteten Mittel aller Verschiebungen dieser chemischen Spezies sein. Es wird angenommen, dass der chemische Austausch auf der NMR-Zeitskala schnell ist. in Molenbrüchen ausgedrückt ,

${\displaystyle {\bar{\delta}}=\sum x_{i}\delta_{i}}$

${\displaystyle \delta_{i}}$ist die chemische Verschiebung der i- ten chemischen Spezies, die den Kern enthält, und ist die Konzentration/Molbruch ( c ist eine Konzentration/mol dm ^–3 ) dieser Spezies. Dieser Ausdruck hat die gleiche mathematische Form wie das Beersche Gesetz . Werte der chemischen Verschiebung können für mehr als einen Kern auf analoge Weise erhalten werden, wie die Absorption bei mehr als einer Wellenlänge gemessen werden kann. Typische Isotope, die in diesem Zusammenhang verwendet werden können, sind ¹ H, ¹³ C und ³¹ P. Es ist üblich, bei der Messung der chemischen Verschiebungswerte von ¹ H ein deuteriertes Lösungsmittel zu verwenden . ${\displaystyle x_{i}}$${\displaystyle x_{i}={\frac {c_{i}}{\sum _{j}c_{j}}}}$

Absorptionsdaten

Typische ultraviolett-sichtbare Spektren für ein Wirt-Gast-System

Es wird angenommen, dass die Extinktion jeder Spezies gemäß dem Beer-Lambert-Gesetz proportional zur Konzentration dieser Spezies ist .

${\displaystyle A_{\lambda}=\ell\sum_{i=1}^{N}\varepsilon_{i,\lambda}c_{i}}$

wobei λ eine Wellenlänge ist, die optische Weglänge der Küvette ist, die die Lösung der N Verbindungen ( Chromophore ) enthält, die molare Extinktion (auch bekannt als Extinktionskoeffizient) der i- ten chemischen Spezies bei der Wellenlänge λ, c _i ist seine Konzentration. Wenn die Konzentrationen wie oben berechnet wurden und die Extinktion für Proben mit verschiedenen Wirts- und Gastkonzentrationen gemessen wurde, liefert das Lambert-Beer-Gesetz bei einer gegebenen Wellenlänge eine Reihe von Gleichungen, die durch eine lineare Methode der kleinsten Quadrate gelöst werden können Prozess für die unbekannten Extinktionskoeffizientenwerte bei dieser Wellenlänge. ${\displaystyle \ell}$${\displaystyle \varepsilon_{i,\lambda}}$

Fluoreszenzdaten

Die Behandlung dieser Art von Daten ist der Behandlung von Extinktionsdaten ähnlich. Tatsächlich ist die Gleichung, die die Beziehung zwischen der Fluoreszenzintensität und den Konzentrationen der Spezies definiert, sehr ähnlich.

${\displaystyle I_{\lambda}=\sum_{i=1}^{N}\varphi_{i,\lambda}c_{i}}$

wo ist die Fluoreszenzintensität der i-ten Spezies bei Einheitskonzentration. ${\displaystyle\varphi_{i,\lambda}}$

Kalorimetrie

Die Wärmeentwicklung, wenn ein Aliquot der Wirtslösung zu einer den Gast enthaltenden Lösung gegeben wird, ist die Summe der Beiträge jeder Reaktion

${\displaystyle Q_{j}=\sum_{i=1}^{N}\Delta H_{i}^{\ominus}\times \delta n_{i,j}}$

wo ein gemessener Wärmeänderungswert am Datenpunkt (für alle Fremdwärmebeiträge korrigiert) j , die Menge an Wärme absorbiert oder emittiert wird, wenn 1 mol des i - ten Reaktionsprodukt gebildet wird , und die tatsächliche Änderung in der Anzahl der Mole dieses Produkt an diesem Datenpunkt. wird durch Lösen der Massenbilanzgleichungen mit gegebenen Werten der Gleichgewichtskonstanten berechnet. Wenn die Werte der Gleichgewichtskonstanten bekannt sind, kann die Standardenthalpieänderung durch ein lineares Verfahren der kleinsten Quadrate berechnet werden, andernfalls muss eine nichtlineare Methode der Datenanpassung verwendet werden. ${\displaystyle Q_{j}}$${\displaystyle \Updelta H_{i}^{\ominus}}$${\displaystyle \delta n_{i,j}}$${\displaystyle\delta n}$

Die isotherme Titrationskalorimetrie wird üblicherweise verwendet, um die Werte sowohl einer Gleichgewichtskonstante als auch der entsprechenden Standardreaktionsenthalpie zu bestimmen. Die Hersteller von ITC-Instrumenten liefern eine Software, mit der diese Größen aus experimentellen Datenwerten gewonnen werden können.

Allgemeine Komplexierungsreaktion

Für jedes Gleichgewicht mit einem Wirt, H und einem Gast G

${\displaystyle pH+qG\leftrightharpoons H_{p}G_{q}}$

die Gleichgewichtskonstante, , ist definiert als ${\displaystyle \beta_{pq}}$

${\displaystyle \beta_{pq}={\frac {[H_{p}G_{q}]}{[H]^{p}[G]^{q}}}}$

Die Werte der freien Konzentrationen und werden durch Lösen der Massenbilanzgleichungen mit bekannten oder geschätzten Werten für die Stabilitätskonstanten erhalten. ${\displaystyle [H]}$${\displaystyle [G]}$

${\displaystyle T_{H}=[H]+\sum p\beta_{pq}[H]^{p}[G]^{q}}$

${\displaystyle T_{G}=[G]+\sum q\beta_{pq}[H]^{p}[G]^{q}}$

Dann können die Konzentrationen jeder komplexen Spezies auch als berechnet werden . Die Beziehung zwischen der Konzentration einer Spezies und der gemessenen Menge ist spezifisch für die Messtechnik, wie in jedem Abschnitt oben angegeben. Unter Verwendung dieser Beziehung können der Satz von Parametern, die Stabilitätskonstantenwerte und Werte von Eigenschaften wie molares Absorptionsvermögen oder spezifizierte chemische Verschiebungen durch einen nichtlinearen Verfeinerungsprozess der kleinsten Quadrate verfeinert werden. Für eine detailliertere Darstellung der Theorie siehe Bestimmung von Gleichgewichtskonstanten . Einige dedizierte Computerprogramme sind unter Implementierungen aufgeführt . ${\displaystyle [H_{p}G_{q}]=\beta_{pq}[H]^{p}[G]^{q}}$

Bestimmung von Standardenthalpie- und Entropieänderungswerten

Betrachten wir zunächst das System, in dem eine Lösung bestimmte Mengen eines Wirts, H , und eines Gastes, G , im Gleichgewicht mit dem einzelnen Komplex HG enthält .

${\displaystyle H+G\leftrightharpoons HG}$

Nehmen wir nun an, dass eine kleine Menge Gast zu einer Mischung aus Wirt und Gast im Gleichgewicht hinzugefügt wird. Dann stellt sich ein neues Gleichgewicht ein und eine Wärmemenge Q wird entwickelt. Wenn diese Menge gemessen und um instrumentelle Faktoren korrigiert wurde, wird sie mit der Änderung der Menge des in Lösung vorhandenen Komplexes HG in Beziehung gesetzt .

${\displaystyle Q^{korrigiert}=\Delta H^{\ominus}\times \delta n}$

wobei Δ H ^⊖ die Standardbildungsenthalpie ist , d. h. die Bildungsenthalpie für 1 Mol des Komplexes, HG und die Änderung der Molzahl der Spezies HG in Lösung. ${\displaystyle\delta n}$

Wenn der Wert der Gleichgewichtskonstanten bekannt ist, kann die Menge durch Lösen der Massenbilanzgleichungen vor und nach der Zugabe berechnet werden (siehe #Einfache Wirt-Gast-Komplexierung oben). Dann wird der Wert von Δ H ^⊖ erhalten werden unter Verwendung der Methode der linearen kleinsten Quadrate mit einer Reihe von experimentellen Werte des Einpassens Q . ${\displaystyle K}$${\displaystyle\delta n}$

Wenn der Wert von K nicht bekannt ist, muss eine nichtlineare Verfeinerung der kleinsten Quadrate durchgeführt werden, um die beiden Parameter und zu erhalten . Wenn die Daten mit einer isothermen Titrationskalorimetrie gewonnen werden, wird die für die Berechnungen erforderliche Software vom Gerätehersteller mitgeliefert. ${\displaystyle \Updelta H^{\ominus}}$${\displaystyle K}$

Hinweis: Die Verwendung der van't Hoff-Gleichung zur Berechnung der Standardenthalpieänderung ist veraltet, da der mit dieser Methode erhaltene Wert wahrscheinlich übermäßigen Fehlern unterliegt .

Im Allgemeinen ist bei der Bildung von m Komplexen die am k- ten "Titrations" -Punkt entwickelte Wärme die Summe der Beiträge, die aus einer Konzentrationsänderung eines Reaktionsprodukts resultieren.

${\displaystyle Q_{k}^{korrigiert}=\sum_{i=1,m}\Delta H_{i}^{\ominus}\times \delta n_{i,k}}$

Es sind 2m Parameter zu bestimmen, eine Standardenthalpieänderung und eine Gleichgewichtskonstante für die Bildung jedes Reaktionsprodukts. Die Hersteller von ITC-Instrumenten liefern einige spezifische Softwareprodukte, mit denen mehrere Parameterwerte berechnet werden können. Computerprogramme für den allgemeinen Fall wie HypΔH . Affinimeter ITC sind ebenfalls erhältlich.

Wenn die Werte jeder Standard-Enthalpieänderung und Gleichgewichtskonstante bestimmt wurden, kann der Wert der entsprechenden Standard-Entropieänderung aus dem Ausdruck abgeleitet werden

${\displaystyle \Updelta S_{i}^{\ominus}={\frac{\Updelta H_{i}^{\ominus}-RT\ln K_{i}}{T}}}$

bei der gegebenen Temperatur T .

Experimentelle Techniken

Kernspinresonanz

Kernspinresonanz (NMR) ist eine der leistungsfähigsten spektroskopischen Techniken in der analytischen Chemie. Es ist ein wichtiges Werkzeug für die Untersuchung von Wirt-Gast-Komplexen, um die Strukturen der verschiedenen Komplexe aufzuklären, die in Form von Aggregaten, Ionenpaaren oder verkapselten Systemen vorliegen . Wie der Name schon sagt, identifiziert NMR die verschiedenen Kerne in den Molekülen (am häufigsten Protonen ), indem sie ihre chemische Verschiebung misst . Die Bindungsaktivität zweier Moleküle bewirkt eine erhebliche Veränderung ihrer elektronischen Umgebung. Dies führt zu einer Verschiebung der Signale im NMR-Spektrum, und dieses Grundprinzip wird genutzt, um die Phänomene der Wirt-Gast-Chemie zu untersuchen. Die treibenden Kräfte für die Wirt-Gast-Bindung sind die verschiedenen sekundären Wechselwirkungen zwischen Molekülen, wie Wasserstoffbrücken und pi-pi-Wechselwirkungen . Daher ist die NMR auch eine wichtige Methode, um das Vorliegen dieser Wechselwirkungen in einem Wirt-Gast-Komplex nachzuweisen.

Dendrimere, die für Arzneimittelabgabeanwendungen verwendet werden (der Einfachheit halber nur Endgruppen gezeigt) und die üblichen Arzneimittel. Die Art der Bindung zwischen dem Wirkstoff und dem Dendrimer ist für eine wirksame Freisetzung von Wirkstoffen im Körper wichtig.

Frühere NMR-Studien haben nützliche Informationen über die Bindung verschiedener Gaste an Wirte geliefert. Foxet al. berechnet , um die Wasserstoffbrücken-Wechselwirkungen zwischen Pyridin - Molekülen und Poly (amidoamin (PAMAM) Dendrimer ; auf der Basis der chemischen Verschiebung des Amins und Amid .. Gruppen in einer ähnlichen Studie, Xu et al titriert Carboxylat basierend G4 PAMAM - Dendrimer ( des Wirts) mit verschiedenen aminbasierten Wirkstoffen (den Gästen) und verfolgten die chemischen Verschiebungen des Dendrimers.In Verbindung mit den 2D- NOESY- NMR-Techniken waren sie in der Lage, die Position der Wirkstoffe auf den Dendrimeren und die Wirkung der Funktionalität genau zu lokalisieren auf der Bindungsaffinität der Wirkstoffe.Sie fanden schlüssige Beweise dafür, dass die kationischen Wirkstoffmoleküle durch elektrostatische Wechselwirkungen an der Oberfläche anionischer Dendrimere anlagern , während sich ein anionischer Wirkstoff sowohl im Kern als auch auf der Oberfläche der Dendrimere anlagert, und dass die Stärke dieser Wechselwirkungen hängen von den pKa- Werten der Moleküle ab.

In einer anderen Studie haben Sun et al. untersuchten die Wirt-Gast-Chemie von Ruthenium- Trisbipyridyl-Viologen-Molekülen mit Cucurbituril . Während sie die Änderung der chemischen Verschiebungen der Pyridinprotonen auf Viologen beobachteten , stellten sie fest, dass die Bindungsmodi für die 1:1-Komplexe für verschiedene Cucurbituril-Moleküle völlig unterschiedlich sind.

Ein wichtiger Faktor, der bei der Analyse der Bindung zwischen Gastgeber und Gast berücksichtigt werden muss, ist die Zeit für die Datenerfassung im Vergleich zur Zeit für das Bindungsereignis. In vielen Fällen sind die Bindungsereignisse viel schneller als die Zeitskala der Datenerfassung, in welchem ​​Fall die Ausgabe ein gemitteltes Signal für die einzelnen Moleküle und den Komplex ist. Die NMR-Zeitskala liegt in der Größenordnung von Millisekunden, was in bestimmten Fällen, wenn die Bindungsreaktion schnell ist, die Genauigkeit der Technik einschränkt.

Ultraviolett-sichtbare Spektroskopie

Bindung zwischen Viologen und Cucurbiturilen

Die Ultraviolett-sichtbare-Spektroskopie ist eine der ältesten und schnellsten Methoden zur Untersuchung der Bindungsaktivität verschiedener Moleküle. Die Absorption von UV-Licht erfolgt auf einer Zeitskala von Pikosekunden , daher können die einzelnen Signale der Spezies beobachtet werden. Gleichzeitig korreliert die Absorptionsintensität direkt mit der Konzentration der Spezies, was eine einfache Berechnung der Assoziationskonstante ermöglicht. Am häufigsten ist entweder der Wirt oder der Gast für UV-Licht transparent, während das andere Molekül UV-empfindlich ist. Die Konzentrationsänderung der UV-empfindlichen Moleküle wird dabei verfolgt und mit der Benesi-Hildebrand-Methode auf eine Gerade gefittet , aus der sich direkt die Assoziationskonstante berechnen lässt.

Auch über die Stöchiometrie der Komplexe erhält man zusätzliche Informationen, da die Benesi-Hilderbrand-Methode eine 1:1-Stöchiometrie zwischen Wirt und Gast annimmt. Die Daten ergeben nur dann eine gerade Linie, wenn auch die Komplexbildung einer ähnlichen 1:1-Stöchiometrie folgt. Ein aktuelles Beispiel für eine ähnliche Rechnung wurde von Sun et al. durchgeführt, wobei sie Ruthenium-Trisbipyridyl-Viologen-Moleküle mit Kürbisgewächs[7]urilen titrierten und die relative Absorption der Kürbisgewächse als Funktion ihrer Gesamtkonzentration bei einer bestimmten Wellenlänge auftrug. Die Daten passten gut zu einem 1:1-Bindungsmodell mit einer Bindungskonstante von . ${\displaystyle 1,2*10^{5}M^{-1}}$

Als Erweiterung kann man die Daten an verschiedene Stöchiometrien anpassen, um die Kinetik der Bindungsereignisse zwischen Wirt und Gast zu verstehen. nutzten diese Folgerung, um die konventionelle Benesi-Hilderbrand-Darstellung leicht zu modifizieren, um die Reihenfolge der Komplexierungsreaktion zwischen bariumhaltigen Kronenether-verbrückten chiralen heterotrinuklearen Salen-Zn(II)-Komplexen (Wirt) mit verschiedenen Gast-Imidazolen und Aminosäuremethylestern zu erhalten, zusammen mit den anderen Parametern. Sie titrierten eine feste Konzentration des Zinkkomplexes mit unterschiedlichen Mengen der Imidazole und Methylester, während sie die Änderungen der Extinktion der pi-zu-pi*-Übergangsbande bei 368 nm verfolgten. Die Daten passen zu einem Modell, in dem das Verhältnis von Gast zu Gastgeber im Komplex 2 beträgt. Außerdem führten sie diese Experimente bei verschiedenen Temperaturen durch, die es ihnen ermöglichten, die verschiedenen thermodynamischen Parameter mit Hilfe der van't Hoff-Gleichung zu berechnen . ${\displaystyle BaZn_{2}L(ClO_{4})_{2}}$

Isotherme Titrationskalorimetrie

Spektroskopische Techniken geben Informationen über die Bindungskonstante und die freie Gibbs-Energie , . Um den vollständigen Satz thermodynamischer Parameter wie und zu erhalten , wäre eine van 't Hoff-Analyse unter Verwendung der van 't Hoff-Gleichung erforderlich. Die jüngsten Fortschritte bei kalorimetrischen Techniken ermöglichen jedoch die Messung von und in einem einzigen Experiment und ermöglichen so die Bestimmung aller thermodynamischen Parameter unter Verwendung der Gleichung: ${\displaystyle K_{a}}$${\displaystyle \Delta G}$${\displaystyle \Delta H}$${\displaystyle \Delta S}$${\displaystyle K_{a}}$${\displaystyle \Delta H}$

${\displaystyle \Delta G=\Delta HT\Delta S}$

sofern der Versuch unter isothermen Bedingungen durchgeführt wird; daher der Name isotherme Kalorimetrie. Das Verfahren ist einem herkömmlichen Titrationsverfahren ähnlich, bei dem der Wirt sequentiell dem Gast zugesetzt wird und die absorbierte oder entwickelte Wärme gemessen wird, verglichen mit einer Blindlösung. Die freigesetzte Gesamtwärme Q entspricht der Assoziationskonstanten , und durch die Gleichung: ${\displaystyle K_{a}}$${\displaystyle \Delta H_{0}}$${\displaystyle Q={V\Delta H_{0}[HG]}}$

Was kann vereinfacht werden als

${\displaystyle Q={\frac {V\Delta H_{0}K_{a}[H_{0}][G]}{1+K_{a}[G]}}}$

Woher

${\displaystyle [H_{0}]}$ = anfängliche molare Konzentration des Wirts

${\displaystyle [G]}$ = Molare Konzentration des Gastes

${\displaystyle V}$ = Volumen des Gefäßes

Die obige Gleichung kann durch nichtlineare Regressionsanalyse gelöst werden, um den Wert von und und anschließend und für diese spezielle Reaktion zu erhalten. Die Vorteile der isothermen Titrationskalorimetrie gegenüber den anderen gebräuchlichen Techniken sind, abgesehen davon, dass der gesamte Satz thermodynamischer Parameter angegeben wird, dass sie allgemeiner und für eine breite Palette von Molekülen geeignet ist. Es ist nicht erforderlich, Verbindungen mit Chromophoren oder UV-sichtbaren funktionellen Gruppen zu haben, um den Bindungsprozess zu verfolgen, da das Wärmesignal eine universelle Eigenschaft von Bindungsreaktionen ist. Gleichzeitig ist das Signal-Rausch-Verhältnis recht günstig, was eine genauere Bestimmung der Bindungskonstanten auch unter sehr verdünnten Bedingungen ermöglicht. Ein aktuelles Beispiel für die Anwendung dieser Technik war die Untersuchung der Bindungsaffinität der Proteinmembran , die Escherichia coli umgibt, an lipophile Kationen, die in Arzneimitteln in verschiedenen membranmimetischen Umgebungen verwendet werden. Die Motivation für die obige Studie war, dass diese Membranen die Bakterien gegen die meisten Verbindungen resistent machen, die auf quartären Ammoniumkationen basieren , die die antibakterielle Wirkung haben. Somit würde ein Verständnis der Bindungsphänomene die Entwicklung wirksamer Antibiotika für E. coli ermöglichen . Die Forscher behielten einen großen Überschuss des Liganden gegenüber dem Protein bei, damit die Bindungsreaktion vollständig ablaufen konnte. Unter Verwendung der obigen Gleichungen berechneten die Forscher , , und für jedes Medikament in verschiedenen Umgebungen. Die Daten zeigten, dass die Bindungsstöchiometrie des Arzneimittels mit der Membran 1:1 mit einem mikromolaren Wert von betrug . Die negativen Werte von , und zeigten, dass der Prozess mit einem Wert von 8–12 kcal/mol für jedes Medikament enthalpiegetrieben war. ${\displaystyle K_{a}}$${\displaystyle \Delta G}$${\displaystyle \Delta H}$${\displaystyle \Delta S}$${\displaystyle K_{a}}$${\displaystyle \Delta G}$${\displaystyle \Delta H}$${\displaystyle \Delta S}$${\displaystyle K_{a}}$${\displaystyle \Delta G}$${\displaystyle \Delta H}$${\displaystyle \Delta S}$

Anwendungen

Raman-Spektroskopie

Die Raman-Spektroskopie ist eine spektroskopische Technik, die bei der Untersuchung von Molekülen verwendet wird, die einen Raman-Streuungseffekt aufweisen , wenn monochromatisches Licht darauf einfällt. Die Grundvoraussetzung, um ein Raman-Signal zu erhalten, besteht darin, dass das einfallende Licht in der chemischen Spezies einen elektronischen Übergang von ihrem Grundzustand in einen virtuellen Energiezustand bewirkt, der bei der Rückkehr in den Grundzustand ein Photon emittiert . Der Energieunterschied zwischen dem absorbierten und dem emittierten Photon ist für jede chemische Spezies in Abhängigkeit von ihrer elektronischen Umgebung einzigartig. Daher dient die Technik als wichtiges Werkzeug zur Untersuchung verschiedener Bindungsereignisse, da die Bindung zwischen Molekülen fast immer zu einer Änderung ihrer elektronischen Umgebung führt. Was die Raman-Spektroskopie jedoch zu einer einzigartigen Technik macht, ist, dass nur Übergänge, die von einer Änderung der Polarisation des Moleküls begleitet werden, Raman-aktiv sind. Die aus Raman-Spektren abgeleiteten Strukturinformationen geben sehr spezifische Informationen über die elektronische Konfiguration des Komplexes im Vergleich zu den einzelnen Wirts- und Gastmolekülen.

Schematische Darstellung der Resonanz-Raman-Streuung. Lambda ist die einfallende Wellenlänge des Lasers.

Raman-Spektroskopie in Lösung führt oft zu einem schwachen Streuquerschnitt. Daher wurden jüngste Fortschritte gemacht, um die Raman-Signale zu verstärken, wie beispielsweise oberflächenverstärkte Raman-Spektroskopie und Resonanz-Raman-Spektroskopie . Solche Techniken dienen einem zusätzlichen Zweck der Quantifizierung der Analyt-Rezeptor-Bindungsereignisse und geben ein detaillierteres Bild der Wirt-Gast-Komplexierungsphänomene dort, wo sie tatsächlich stattfinden, dh in Lösungen. In einem kürzlichen Durchbruch haben Flood et al. bestimmten die Bindungsstärke von Tetrathiafulvalen (TTF) und Cyclobis(paraquat-p-phenylen) mittels Raman-Spektroskopie sowie SERS . Frühere Arbeiten auf diesem Gebiet zielten eher auf die Bereitstellung von Informationen über die Bindung und die Struktur des resultierenden Komplexes als auf quantitative Messungen der Assoziationsstärken ab. Die Forscher mussten Resonanz-Raman-Spektroskopie verwenden, um aus Lösungen mit Konzentrationen von nur 1 mM nachweisbare Signale zu erhalten. Insbesondere korrelierten sie die Intensität der Raman-Banden mit der Geometrie des Komplexes im photoangeregten Zustand. Ähnlich wie bei der Titration basierend auf Ultraviolett-Vis-Spektroskopie berechneten sie die Bindungskonstante durch "Raman-Titration" und passten die Bindungskurven an 1:1-Modelle an, was einen Wert von −5.7±0.6 kcal/mol ergab. Die Studie liefert nun eine Grundlage für ähnliche Studien mit Charge-Transfer-Komplexen in Lösungen. ${\displaystyle \Delta G}$

Kooperation

Kooperativität ist definiert als wenn ein Ligand an einen Rezeptor mit mehr als einer Bindungsstelle bindet und der Ligand eine Abnahme oder Zunahme der Affinität für ankommende Liganden verursacht. Kommt es zu einer Zunahme der Bindung der nachfolgenden Liganden, wird dies als positive Kooperativität bezeichnet. Wird eine Abnahme der Bindung beobachtet, handelt es sich um eine negative Kooperativität. Beispiele für positive und negative Kooperativität sind Hämoglobin bzw. Aspartatrezeptor.

Allgemeine Gastgeber-Gast-Bindung. (1.) Bindung von Gast A (2.) Bindung von Gast B. (3.) Positive Kooperativität Gast A–B Bindung. (4.) Negative Kooperativität Gast A–B Bindung

In den letzten Jahren wurden die thermodynamischen Eigenschaften der Kooperativität untersucht, um mathematische Parameter zu definieren, die positive oder negative Kooperativität unterscheiden. Die traditionelle Gibbs-Gleichung der freien Energie besagt: . Um die Kooperativität in einem Wirt-Gast-System zu quantifizieren, muss jedoch die Bindungsenergie berücksichtigt werden. Das rechte Schema zeigt die Bindung von A, die Bindung von B, die positive kooperative Bindung von A–B und zuletzt die negative kooperative Bindung von A–B. Daher wäre eine alternative Form der Gibbs-Gleichung der freien Energie ${\displaystyle \Delta G=\Delta HT\Delta S\ }$

${\displaystyle \Updelta G_{S}^{\circ }=\Updelta G_{A}^{\circ}+\Updelta G_{B}^{\circ}-\Updelta G_{AB}^{\circ} }$

${\displaystyle \Updelta H_{S}^{\circ }=\Updelta H_{A}^{\circ }+\Updelta H_{B}^{\circ}-\Updelta H_{AB}^{\circ} }$

${\displaystyle \ T\Updelta G_{S}^{\circ }=T\Updelta H_{A}^{\circ }+T\Updelta H_{B}^{\circ }-T\Updelta S_{AB} ^{\circ}}$

wo:

${\displaystyle \Delta G_{A}^{\circ}}$ = freie Bindungsenergie A

${\displaystyle \Delta G_{B}^{\circ}}$ = freie Bindungsenergie B

${\displaystyle \Delta G_{S}^{\circ}}$ = freie Bindungsenergie für A und B angebunden

${\displaystyle \Delta G_{AB}^{\circ}}$ = Summe der freien Bindungsenergien

Es wird angenommen, dass es positiv kooperativ ist, wenn es mehr als die Summe von und ist. Wenn weniger ist, dann ist es negativ kooperativ. Die Wirt-Gast-Chemie ist nicht auf Rezeptor-Lingand-Wechselwirkungen beschränkt. Es wird auch in Ionenpaarsystemen demonstriert. In den letzten Jahren wurden solche Wechselwirkungen in wässrigen Medien unter Verwendung synthetischer metallorganischer Wirte und organischer Gastmoleküle untersucht. Ein kupferhaltiger polykationischer Rezeptor (der Wirt) ist beispielsweise mit Molekülen wie Tetracarboxylaten, Tricarballat, Aspartat und Acetat (den Gästen) koordiniert. Diese Studie zeigt, dass Entropie und nicht Enthalpie die Bindungsenergie des Systems bestimmt, was zu negativer Kooperativität führt. Die große Entropieänderung entsteht durch die Verdrängung von Lösungsmittelmolekülen, die den Liganden und den Rezeptor umgeben. Wenn mehrere Acetate an den Rezeptor binden, gibt er mehr Wassermoleküle an die Umgebung ab als ein Tetracarboxylat. Dies führte zu einer Abnahme der freien Energie, was darauf hindeutet, dass das System negativ kooperiert. In einer ähnlichen Studie mit Guanidinium- und Cu(II)- und Polycarboxylat-Gästen wurde gezeigt, dass positive kooperative hauptsächlich durch die Enthalpie bestimmt werden. Neben thermodynamischen Studien hat die Wirt-Gast-Chemie auch biologische Anwendungen. ${\displaystyle \Delta G_{S}^{\circ}}$${\displaystyle \Delta G_{A}^{\circ}}$${\displaystyle \Delta G_{B}^{\circ}}$${\displaystyle \Delta G_{S}^{\circ}}$

Supraleitung

Bei niedrigen Temperaturen und hohen Drücken zeigt Wismut eine Wirt-Gast-Struktur. Dies führt überraschenderweise zu einer starken Kopplungs-Supraleitung.

Biologische Anwendung

Arten von Dendrimeren. (1) Verkapselungswechselwirkung (2) Konjugierte Wechselwirkung

Dendrimere in Wirkstofftransportsystemen sind ein Beispiel für verschiedene Wirt-Gast-Wechselwirkungen. Die Wechselwirkung zwischen Wirt und Gast, dem Dendrimer bzw. dem Wirkstoff kann entweder hydrophob oder kovalent sein. Hydrophobe Wechselwirkung zwischen Wirt und Gast wird als "eingekapselt" angesehen, während kovalente Wechselwirkung als konjugiert betrachtet wird. Es hat sich gezeigt, dass die Verwendung von Dendrimeren in der Medizin die Arzneimittelabgabe verbessert, indem die Löslichkeit und Bioverfügbarkeit des Arzneimittels erhöht wird. In Verbindung können Dendrimere sowohl die zelluläre Aufnahme als auch die Targeting-Fähigkeit erhöhen und die Arzneimittelresistenz verringern.

Die Löslichkeit verschiedener nichtsteroidaler Antirheumatika (NSAID) erhöht sich, wenn sie in PAMAM-Dendrimere eingekapselt werden. Diese Studie zeigt, dass die Verbesserung der NSAID-Löslichkeit auf die elektrostatischen Wechselwirkungen zwischen den Oberflächen-Amingruppen in PAMAM und den Carboxylgruppen in NSAIDs zurückzuführen ist. Zur Erhöhung der Löslichkeit tragen die hydrophoben Wechselwirkungen zwischen den aromatischen Gruppen in den Wirkstoffen und den inneren Hohlräumen des Dendrimers bei. Wenn ein Arzneimittel in ein Dendrimer eingekapselt wird, bleiben seine physikalischen und physiologischen Eigenschaften unverändert, einschließlich der Unspezifität und Toxizität. Wenn das Dendrimer und das Arzneimittel jedoch kovalent miteinander verbunden sind, kann es für ein spezifisches Gewebe-Targeting und kontrollierte Freisetzungsraten verwendet werden. Die kovalente Konjugation mehrerer Wirkstoffe auf Dendrimeroberflächen kann ein Problem der Unlöslichkeit darstellen.

Dieses Prinzip wird auch für die Anwendung bei der Krebsbehandlung untersucht. Mehrere Gruppen haben verkapselte Krebsmedikamente wie Camptothecin , Methotrexat und Doxorubicin . Die Ergebnisse dieser Forschung haben gezeigt, dass Dendrimere eine erhöhte Wasserlöslichkeit, eine verlangsamte Freisetzungsrate und möglicherweise eine Kontrolle der Zytotoxizität der Arzneimittel aufweisen. Cisplatin wurde an PAMAM-Dendrimere konjugiert, was zu den gleichen pharmakologischen Ergebnissen wie oben aufgeführt führte, aber die Konjugation half auch bei der Anreicherung von Cisplatin in soliden Tumoren bei intravenöser Verabreichung.

Sensorik

Herkömmlicherweise wurde die chemische Sensorik mit einem System angegangen, das einen kovalent über einen Linker an einen Rezeptor gebundenen Indikator enthält. Sobald der Analyt bindet, ändert der Indikator seine Farbe oder fluoresziert. Diese Technik wird als Indikator-Spacer-Rezeptor-Ansatz (ISR) bezeichnet. Im Gegensatz zur ISR nutzt der Indikator-Verdrängungs-Assay (IDA) eine nicht-kovalente Wechselwirkung zwischen einem Rezeptor (dem Wirt), einem Indikator und einem Analyten (dem Gast). Ähnlich wie bei ISR ​​verwendet IDA auch kolorimetrische (C-IDA) und fluoreszierende (F-IDA) Indikatoren. In einem IDA-Assay wird ein Rezeptor mit dem Indikator inkubiert. Wenn der Analyt dem Gemisch zugesetzt wird, wird der Indikator an die Umgebung abgegeben. Sobald der Indikator freigesetzt wird, ändert er entweder seine Farbe (C-IDA) oder fluoresziert (F-IDA).

Arten von Chemosensoren. (1.) Indikator-Spacer-Rezeptor (ISR) (2.) Indikator-Displacement-Assay (IDA)

IDA bietet mehrere Vorteile gegenüber dem traditionellen chemischen ISR-Sensor-Ansatz. Erstens erfordert es nicht, dass der Indikator kovalent an den Rezeptor gebunden ist. Zweitens können verschiedene Indikatoren mit demselben Rezeptor verwendet werden, da keine kovalente Bindung vorliegt. Schließlich sind die Medien, in denen der Assay verwendet werden kann, vielfältig.

Indikator-Displacement-Assay-Indikatoren. (1.) Azur A (2.) Thiazolorange

Chemische Sensortechniken wie C-IDA haben biologische Auswirkungen. Zum Beispiel Protamin ist ein Gerinnungsmittel, das nach dem Herz - Lungen - Operation routinemäßig verabreicht wird , daß der Zähler die gerinnungshemmende Aktivität von herapin wirkt. Um das Protamin in Plasmaproben zu quantifizieren, wird ein kolorimetrischer Verdrängungsassay verwendet. Azurblau Ein Farbstoff ist blau, wenn er nicht gebunden ist, aber wenn er an Herapin gebunden ist, zeigt er eine violette Farbe. Die Bindung zwischen Azure A und Heparin ist schwach und reversibel. Dadurch kann Protamin Azure A verdrängen. Sobald der Farbstoff freigesetzt ist, zeigt er eine violette Farbe. Der Grad der Verdrängung des Farbstoffs ist proportional zur Protaminmenge im Plasma.

F-IDA wurde von Kwalczykowski und Mitarbeitern verwendet, um die Aktivitäten von Helicase in E. coli zu überwachen . In dieser Studie verwendeten sie Thiazolorange als Indikator. Die Helikase wickelt die dsDNA ab, um ssDNA herzustellen. Die Fluoreszenzintensität von Thiazolorange hat eine größere Affinität für dsDNA als für ssDNA und seine Fluoreszenzintensität nimmt zu, wenn es an dsDNA gebunden ist, als wenn es ungebunden ist.

konformes Schalten

Ein kristalliner Festkörper wurde traditionell als statische Einheit betrachtet, bei der die Bewegungen seiner atomaren Komponenten auf sein Schwingungsgleichgewicht beschränkt sind. Wie die Umwandlung von Graphit zu Diamant zeigt, kann eine Umwandlung von fest zu fest unter physikalischem oder chemischem Druck erfolgen. Kürzlich wurde vorgeschlagen, dass die Umwandlung von einer Kristallanordnung in eine andere kooperativ erfolgt. Die meisten dieser Studien konzentrierten sich auf die Untersuchung eines organischen oder metallorganischen Gerüsts. Neben Studien zur makromolekularen kristallinen Umwandlung gibt es auch Studien an Einkristallmolekülen, die ihre Konformation in Gegenwart organischer Lösungsmittel ändern können. Es wurde gezeigt, dass sich ein metallorganischer Komplex in verschiedene Orientierungen verwandelt, je nachdem, ob er Lösungsmitteldämpfen ausgesetzt ist oder nicht.

Umweltanwendungen

Host-Gastsysteme wurden verwendet, um gefährliche Materialien aus der Umgebung zu entfernen. Sie können in verschiedenen Größen und Formen hergestellt werden, um eine Vielzahl chemischer Gäste einzufangen. Eine Anwendung ist die Fähigkeit von p-tert-Butycalix[4]aren, ein Cäsiumion einzufangen. Cäsium-137 ist radioaktiv und muss effizient aus dem Atommüll entfernt werden. Die Wirt-Gast-Chemie wurde auch verwendet, um krebserregende aromatische Amine und ihre N-Nitroso-Derivate aus Wasser zu entfernen. Diese Abfallstoffe werden in vielen industriellen Prozessen verwendet und finden sich in einer Vielzahl von Produkten wie: Pestiziden, Medikamenten und Kosmetika.

Verweise