Nukleosom - Nucleosome
Ein Nukleosom ist die grundlegende Struktureinheit der DNA- Verpackung in Eukaryoten . Die Struktur eines Nukleosoms besteht aus einem DNA-Segment, das um acht Histonproteine gewickelt ist und einem Faden ähnelt, der um eine Spule gewickelt ist. Das Nukleosom ist die grundlegende Untereinheit des Chromatins . Jedes Nukleosom besteht aus etwas weniger als zwei DNA-Umdrehungen, die um einen Satz von acht Proteinen, den sogenannten Histonen, gewickelt sind, die als Histon-Oktamer bekannt sind . Jedes Histonoctamer besteht aus jeweils zwei Kopien der Histonproteine H2A , H2B , H3 und H4 .
DNA muss zu Nukleosomen verdichtet werden, um in den Zellkern zu passen . Neben der Umhüllung von Nukleosomen wird eukaryotisches Chromatin weiter verdichtet, indem es in eine Reihe komplexerer Strukturen gefaltet wird und schließlich ein Chromosom bildet . Jede menschliche Zelle enthält etwa 30 Millionen Nukleosomen.
Es wird angenommen, dass Nukleosomen epigenetisch vererbte Informationen in Form kovalenter Modifikationen ihrer Kernhistone tragen . Nukleosompositionen im Genom sind nicht zufällig, und es ist wichtig zu wissen, wo sich jedes Nukleosom befindet, da dies die Zugänglichkeit der DNA für regulatorische Proteine bestimmt .
Nukleosomen wurden erstmals 1974 von Don und Ada Olins als Teilchen im Elektronenmikroskop beobachtet, und ihre Existenz und Struktur (als Histonoctamere, umgeben von etwa 200 Basenpaaren DNA) wurde von Roger Kornberg vorgeschlagen . Die Rolle des Nukleosoms als allgemeiner Genrepressor wurde von Lorch et al. in vitro und von Han und Grunstein in vivo 1987 bzw. 1988.
Die Nukleosomen Kernteilchen bestehen aus etwa 146 Basenpaaren (bp) von DNA in 1,67 linkshändig gewickelten superhelikalen Windungen um einen Histon - Octamer, bestehend aus 2 Kopien jeder der Core - Histone H2A , H2B , H3 und H4 . Kernpartikel sind durch Strecken von Linker-DNA verbunden , die bis zu etwa 80 bp lang sein können. Technisch wird ein Nukleosom als das Kernpartikel plus eine dieser Linkerregionen definiert; das Wort ist jedoch oft gleichbedeutend mit dem Kernpartikel. Genomweite Nukleosom-Positionierungskarten sind jetzt für viele Modellorganismen einschließlich Mausleber und -hirn verfügbar.
Linkerhistone wie H1 und seine Isoformen sind an der Chromatinverdichtung beteiligt und sitzen an der Basis des Nukleosoms in der Nähe des DNA-Eintritts und -Austritts und binden an die Linker-Region der DNA. Nicht-kondensierte Nukleosomen ohne das Linker-Histon ähneln unter einem Elektronenmikroskop "Kügelchen auf einer DNA-Kette" .
Im Gegensatz zu den meisten eukaryotischen Zellen verwenden reife Spermien zum Verpacken ihrer genomischen DNA hauptsächlich Protamine , um höchstwahrscheinlich ein noch höheres Verpackungsverhältnis zu erreichen. Histon-Äquivalente und eine vereinfachte Chromatinstruktur wurden auch in Archaea gefunden , was darauf hindeutet, dass Eukaryoten nicht die einzigen Organismen sind, die Nukleosomen verwenden.
Struktur
Struktur des Kernpartikels
Überblick
Bahnbrechende Strukturstudien in den 1980er Jahren durch die Gruppe von Aaron Klug lieferten den ersten Beweis dafür, dass ein Oktamer von Histonproteinen die DNA in etwa 1,7 Windungen einer linkshändigen Superhelix um sich selbst wickelt. 1997 wurde die erste Kristallstruktur des Nukleosoms mit nahezu atomarer Auflösung von der Richmond-Gruppe gelöst, die die wichtigsten Details des Teilchens zeigte. Die palindromische DNA des menschlichen Alpha-Satelliten , die für die Erzielung der Nukleosom-Kristallstruktur von 1997 entscheidend ist, wurde von der Bunick-Gruppe am Oak Ridge National Laboratory in Tennessee entwickelt. Bis heute wurden die Strukturen von über 20 verschiedenen Nukleosom-Kernpartikeln aufgeklärt, darunter auch solche, die Histonvarianten und Histone verschiedener Spezies enthalten. Die Struktur des Nukleosom-Kernpartikels ist bemerkenswert konserviert, und selbst eine Änderung von über 100 Resten zwischen Frosch- und Hefehistone führt zu Elektronendichtekarten mit einer gesamten quadratischen Abweichung von nur 1,6Å.
Das Nukleosom-Kernpartikel (NCP)
Das Nukleosom-Kernpartikel (in der Abbildung gezeigt) besteht aus etwa 146 Basenpaaren DNA, die in 1,67 linkshändigen superhelikalen Windungen um das Histonoctamer gewickelt sind , bestehend aus jeweils 2 Kopien der Kernhistone H2A , H2B , H3 und H4 . Benachbarte Nukleosomen werden durch eine freie DNA-Strecke, die als Linker- DNA bezeichnet wird, verbunden (die je nach Art und Gewebeart zwischen 10 und 80 bp lang ist). Die gesamte Struktur erzeugt einen Zylinder mit einem Durchmesser von 11 nm und einer Höhe von 5,5 nm.
Nukleosomkernpartikel werden beobachtet, wenn Chromatin in der Zwischenphase behandelt wird, um eine teilweise Entfaltung des Chromatins zu bewirken. Das resultierende Bild über ein Elektronenmikroskop ist "Perlen an einer Schnur". Die Schnur ist die DNA, während jede Perle im Nukleosom ein Kernpartikel ist. Der Kernpartikel des Nukleosoms besteht aus DNA und Histonproteinen.
Ein partieller DNAse- Verdau von Chromatin offenbart seine Nukleosomenstruktur. Da DNA-Abschnitte von Nukleosom-Kernpartikeln für DNAse weniger zugänglich sind als Verbindungsabschnitte, wird DNA in Fragmente mit Längen gleich der Vielfachheit des Abstands zwischen den Nukleosomen (180, 360, 540 Basenpaare usw.) verdaut. Daher ist während der Gelelektrophorese dieser DNA ein sehr charakteristisches Muster ähnlich einer Leiter sichtbar . Ein solcher Verdau kann auch unter natürlichen Bedingungen während der Apoptose ("Zellselbstmord" oder programmierter Zelltod) erfolgen, da typischerweise die Selbstzerstörung der DNA ihre Rolle ist.
Proteinwechselwirkungen innerhalb des Nukleosoms
Die Histon-Kernproteine enthalten ein charakteristisches Strukturmotiv, das als "Histonfalte" bezeichnet wird und aus drei Alpha-Helices (α1-3) besteht, die durch zwei Schleifen (L1-2) getrennt sind. In Lösung bilden die Histone H2A-H2B-Heterodimere und H3-H4-Heterotetramere. Histone dimerisieren um ihre langen α2-Helices in antiparalleler Orientierung, und im Fall von H3 und H4 bilden zwei solcher Dimere ein durch ausgedehnte H3-H3'-Wechselwirkung stabilisiertes 4-Helix-Bündel. Das H2A/H2B-Dimer bindet an das H3/H4-Tetramer aufgrund von Wechselwirkungen zwischen H4 und H2B, die die Bildung eines hydrophoben Clusters einschließen. Das Histonoctamer wird von einem zentralen H3/H4-Tetramer gebildet, das zwischen zwei H2A/H2B-Dimeren eingebettet ist. Aufgrund der stark basischen Ladung aller vier Kernhistone ist das Histonoctamer nur in Gegenwart von DNA oder sehr hohen Salzkonzentrationen stabil.
Histon - DNA-Interaktionen
Das Nukleosom enthält über 120 direkte Protein-DNA-Wechselwirkungen und mehrere hundert wasservermittelte. Direkte Protein-DNA-Wechselwirkungen sind nicht gleichmäßig über die Oktameroberfläche verteilt, sondern eher an diskreten Stellen lokalisiert. Diese sind auf die Bildung von zwei Arten von DNA-Bindungsstellen innerhalb des Oktamers zurückzuführen; die α1α1-Stelle, die die α1-Helix von zwei benachbarten Histonen verwendet, und die L1L2-Stelle, die von den L1- und L2-Schleifen gebildet wird. Salzverbindungen und Wasserstoffbrückenbindungen zwischen den basischen und Hydroxylgruppen der Seitenkette und den Amiden der Hauptkette mit den Phosphaten des DNA-Rückgrats bilden den Großteil der Wechselwirkungen mit der DNA. Dies ist wichtig, da die ubiquitäre Verteilung von Nukleosomen entlang von Genomen erfordert, dass es sich um einen nicht sequenzspezifischen DNA-bindenden Faktor handelt. Obwohl Nukleosomen dazu neigen, einige DNA-Sequenzen anderen vorzuziehen, können sie praktisch an jede Sequenz binden, was vermutlich auf die Flexibilität bei der Bildung dieser wasservermittelten Wechselwirkungen zurückzuführen ist. Darüber hinaus werden unpolare Wechselwirkungen zwischen den Proteinseitenketten und den Desoxyribosegruppen hergestellt, und eine Argininseitenkette interkaliert in die kleine Furche der DNA an allen 14 Stellen, wo sie der Oktameroberfläche zugewandt ist. Die Verteilung und Stärke der DNA-Bindungsstellen auf der Oktameroberfläche verzerrt die DNA innerhalb des Nukleosomkerns. Die DNA ist ungleichmäßig gebogen und enthält auch Twist-Defekte. Der Twist von freier B-Form-DNA in Lösung beträgt 10,5 bp pro Umdrehung. Die Gesamtverdrehung der nukleosomalen DNA beträgt jedoch nur 10,2 bp pro Umdrehung und variiert von einem Wert von 9,4 bis 10,9 bp pro Umdrehung.
Histon-Schwanz-Domänen
Die Histon-Schwanzverlängerungen machen bis zu 30 Masse-% der Histone aus, sind jedoch aufgrund ihrer hohen intrinsischen Flexibilität in den Kristallstrukturen von Nukleosomen nicht sichtbar und gelten als weitgehend unstrukturiert. Die N-terminalen Schwänze der Histone H3 und H2B passieren einen Kanal, der von den kleinen Furchen der beiden DNA-Stränge gebildet wird und alle 20 bp aus der DNA herausragt. Der N-terminale Schwanz von Histon H4 hingegen weist eine Region aus stark basischen Aminosäuren (16-25) auf, die in der Kristallstruktur eine Wechselwirkung mit der stark sauren Oberflächenregion eines H2A-H2B-Dimers eingeht eines anderen Nukleosoms, das möglicherweise für die Struktur von Nukleosomen höherer Ordnung relevant ist. Diese Wechselwirkung tritt vermutlich auch unter physiologischen Bedingungen auf und legt nahe, dass die Acetylierung des H4-Schwanzes die Chromatinstruktur höherer Ordnung verzerrt.
Höhere Ordnungsstruktur
Die vom Nukleosom erreichte Organisation der DNA kann die im Zellkern beobachtete DNA-Verpackung nicht vollständig erklären. Eine weitere Verdichtung des Chromatins in den Zellkern ist notwendig, aber noch nicht gut verstanden. Nach derzeitigem Verständnis bilden sich wiederholende Nukleosomen mit dazwischenliegender „Linker“-DNA eine 10-nm-Faser , die als „Kügelchen an einer Schnur“ beschrieben wird, und haben ein Packungsverhältnis von etwa fünf bis zehn. In einer 30-nm-Faser , einer kompakten Struktur mit einem Packungsverhältnis von ~50, kann eine Nukleosomenkette angeordnet sein , deren Bildung von der Anwesenheit des H1-Histons abhängt .
Eine Kristallstruktur eines Tetranukleosoms wurde vorgestellt und verwendet, um eine vorgeschlagene Struktur der 30-nm-Faser als zweigängige Helix aufzubauen. Dieses Modell ist noch immer umstritten, da es mit neueren elektronenmikroskopischen Daten nicht kompatibel ist . Darüber hinaus ist die Struktur des Chromatins kaum bekannt, aber es wird klassischerweise vorgeschlagen, dass die 30-nm-Faser entlang eines zentralen Proteingerüsts in Schleifen angeordnet ist, um transkriptionell aktives Euchromatin zu bilden . Eine weitere Verdichtung führt zu transkriptionell inaktivem Heterochromatin .
Dynamik
Obwohl das Nukleosom ein sehr stabiler Protein-DNA-Komplex ist, ist es nicht statisch und es wurde gezeigt, dass es eine Reihe verschiedener struktureller Neuanordnungen durchläuft, einschließlich Nukleosomengleiten und DNA-Stellen-Exposition. Je nach Kontext können Nukleosomen die Bindung von Transkriptionsfaktoren hemmen oder erleichtern. Nukleosompositionen werden durch drei Hauptbeiträge kontrolliert: Erstens hängt die intrinsische Bindungsaffinität des Histonoctamers von der DNA-Sequenz ab. Zweitens kann das Nukleosom durch die kompetitive oder kooperative Bindung anderer Proteinfaktoren verdrängt oder rekrutiert werden. Drittens kann das Nukleosom durch ATP-abhängige Remodellierungskomplexe aktiv transloziert werden.
Nukleosomengleiten
Im Bradbury-Labor durchgeführte Arbeiten zeigten, dass Nukleosomen, die auf der 5S-DNA-Positionierungssequenz rekonstituiert wurden, bei thermischer Inkubation in der Lage waren, sich translational auf benachbarte Sequenzen zu repositionieren. Spätere Arbeiten zeigten, dass diese Neupositionierung keine Unterbrechung des Histon-Oktamers erforderte, sondern damit übereinstimmte, dass Nukleosomen in der Lage waren, in cis entlang der DNA zu "gleiten" . Im Jahr 2008 wurde außerdem gezeigt, dass CTCF- Bindungsstellen als Anker zur Positionierung von Nukleosomen fungieren, sodass bei der Ausrichtung verschiedener genomischer Signale mehrere flankierende Nukleosomen leicht identifiziert werden können. Obwohl Nukleosomen intrinsisch mobil sind, haben Eukaryoten eine große Familie von ATP-abhängigen Chromatin-Remodeling-Enzymen entwickelt, um die Chromatinstruktur zu verändern, von denen viele dies über Nukleosomengleiten tun. Im Jahr 2012 hat das Labor von Beena Pillai gezeigt, dass das Nukleosomengleiten einer der möglichen Mechanismen für die gewebespezifische Expression von Genen im großen Maßstab ist. Die Arbeit zeigt, dass die Transkriptionsstartstelle für Gene, die in einem bestimmten Gewebe exprimiert werden, an Nukleosomen verarmt ist, während die gleichen Gene in anderen Geweben, in denen sie nicht exprimiert werden, an Nukleosomen gebunden sind.
Exposition der DNA-Site
Arbeiten aus dem Widom-Labor haben gezeigt, dass nukleosomale DNA im Gleichgewicht zwischen einem eingewickelten und einem unverpackten Zustand ist. Messungen dieser Raten mit zeitaufgelöstem FRET zeigten, dass die DNA innerhalb des Nukleosoms nur 250 ms vollständig umhüllt bleibt, bevor sie für 10-50 ms ausgepackt und dann schnell wieder umhüllt wird. Dies impliziert, dass die DNA nicht aktiv vom Nukleosom dissoziiert werden muss, sondern dass es einen erheblichen Teil der Zeit gibt, während der sie vollständig zugänglich ist. Dies kann in der Tat auf die Beobachtung ausgedehnt werden, dass die Einführung einer DNA-bindenden Sequenz innerhalb des Nukleosoms die Zugänglichkeit benachbarter DNA-Regionen bei Bindung erhöht. Diese Neigung der DNA innerhalb des Nukleosoms zu "atmen" hat wichtige funktionelle Konsequenzen für alle DNA-bindenden Proteine, die in einer Chromatinumgebung arbeiten. Insbesondere die dynamische Atmung von Nukleosomen spielt eine wichtige Rolle bei der Einschränkung des Fortschreitens der RNA-Polymerase II während der Transkriptionsverlängerung.
Nukleosomenfreie Region
Promotoren aktiver Gene haben nukleosomenfreie Regionen (NFR). Dies ermöglicht die Zugänglichkeit der Promotor-DNA zu verschiedenen Proteinen, wie beispielsweise Transkriptionsfaktoren. Die nukleosomfreie Region erstreckt sich in S. cerevisae typischerweise über 200 Nukleotide . Gut positionierte Nukleosomen bilden Grenzen von NFR. Diese Nukleosomen werden +1-Nukleosom und −1-Nukleosom genannt und befinden sich in kanonischen Abständen stromabwärts bzw. stromaufwärts von der Transkriptionsstartstelle. +1-Nukleosom und mehrere nachgeschaltete Nukleosomen neigen auch dazu, die H2A.Z-Histonvariante einzubauen.
Modulierende Nukleosomenstruktur
Eukaryotische Genome sind allgegenwärtig mit Chromatin assoziiert; Zellen müssen jedoch spezifische Loci räumlich und zeitlich unabhängig vom Bulk-Chromatin regulieren. Um das hohe Maß an Kontrolle zu erreichen, das erforderlich ist, um nukleare Prozesse wie DNA-Replikation, -Reparatur und -Transkription zu koordinieren, haben Zellen eine Vielzahl von Mitteln entwickelt, um die Chromatinstruktur und -funktion lokal und spezifisch zu modulieren. Dies kann eine kovalente Modifikation von Histonen, den Einbau von Histonvarianten und einen nicht-kovalenten Umbau durch ATP-abhängige Umbauenzyme beinhalten.
Posttranslationale Histon-Modifikationen
Seit ihrer Entdeckung Mitte der 1960er Jahre wurde vorhergesagt, dass Histonmodifikationen die Transkription beeinflussen. Die Tatsache, dass die meisten der gefundenen frühen posttranslationalen Modifikationen in den Schwanzfortsätzen konzentriert waren, die aus dem Nukleosomkern herausragen, führte zu zwei Haupttheorien über den Mechanismus der Histonmodifikation. Die erste der Theorien schlug vor, dass sie elektrostatische Wechselwirkungen zwischen den Histon-Schwänzen und der DNA beeinflussen könnten, um die Chromatinstruktur zu "lockern". Später wurde vorgeschlagen, dass Kombinationen dieser Modifikationen Bindungsepitope erzeugen können, mit denen andere Proteine rekrutiert werden können. Da in letzter Zeit mehr Modifikationen in den strukturierten Regionen von Histonen gefunden wurden, wurde behauptet, dass diese Modifikationen die Histon-DNA- und Histon-Histon-Wechselwirkungen innerhalb des Nukleosomkerns beeinflussen können. Es wird vorhergesagt, dass Modifikationen (wie Acetylierung oder Phosphorylierung), die die Ladung des globulären Histonkerns verringern, die Kern-DNA-Assoziation "lockern"; die Stärke des Effekts hängt vom Ort der Modifikation innerhalb des Kerns ab. Es wurde gezeigt, dass einige Modifikationen mit Gen-Silencing korreliert sind; andere scheinen mit der Genaktivierung korreliert zu sein. Häufige Modifikationen umfassen Acetylierung , Methylierung oder Ubiquitinierung von Lysin ; Methylierung von Arginin ; und Phosphorylierung von Serin . Die so gespeicherte Information gilt als epigenetisch , da sie nicht in der DNA kodiert ist, aber dennoch an Tochterzellen vererbt wird. Die Aufrechterhaltung eines reprimierten oder aktivierten Status eines Gens ist oft für die zelluläre Differenzierung notwendig .
Histon-Varianten
Obwohl Histone im Laufe der Evolution bemerkenswert konserviert sind, wurden mehrere Varianten identifiziert. Diese Diversifizierung der Histonfunktion ist auf H2A und H3 beschränkt, wobei H2B und H4 meist invariant sind. H2A kann durch H2AZ (was zu einer verringerten Nukleosomenstabilität führt) oder H2AX (das mit DNA-Reparatur und T-Zell- Differenzierung verbunden ist) ersetzt werden, während die inaktiven X-Chromosomen in Säugetieren an MakroH2A angereichert sind. H3 kann durch H3.3 ersetzt werden (was mit Aktivierungsgenen und regulatorischen Elementen korreliert) und in Zentromeren wird H3 durch CENPA ersetzt .
ATP-abhängiger Nukleosomenumbau
Mit dem Begriff ATP-abhängiges Chromatin-Remodeling werden eine Reihe unterschiedlicher Reaktionen in Verbindung gebracht . Es wurde gezeigt, dass Remodeling-Enzyme Nukleosomen entlang der DNA gleiten lassen, Histon-DNA-Kontakte so weit unterbrechen, dass sie das H2A/H2B-Dimer destabilisieren und eine negative superhelikale Torsion in DNA und Chromatin erzeugen. Kürzlich wurde gezeigt, dass das Swr1-Remodeling-Enzym die Histon-Variante H2A.Z in Nukleosomen einführt. Derzeit ist nicht klar, ob all dies unterschiedliche Reaktionen oder lediglich alternative Ergebnisse eines gemeinsamen Mechanismus darstellt. Allen gemeinsam ist, dass sie alle zu einer veränderten Zugänglichkeit der DNA führen.
Studien, die sich mit der Genaktivierung in vivo und, noch erstaunlicher, mit dem Remodeling in vitro befassen, haben gezeigt, dass Chromatin-Remodeling-Ereignisse und die Transkriptionsfaktor-Bindung zyklischer und periodischer Natur sind. Während die Konsequenzen für den Reaktionsmechanismus des Chromatin-Remodelings nicht bekannt sind, kann die dynamische Natur des Systems es ihm ermöglichen, schneller auf externe Stimuli zu reagieren. Eine kürzlich durchgeführte Studie weist darauf hin, dass sich die Nukleosomenpositionen während der Entwicklung von embryonalen Stammzellen der Maus signifikant ändern, und diese Veränderungen stehen im Zusammenhang mit der Bindung von Entwicklungstranskriptionsfaktoren.
Dynamisches Nukleosom-Remodeling über das Hefegenom
Studien aus dem Jahr 2007 haben Nukleosomenpositionen in Hefe katalogisiert und gezeigt, dass Nukleosomen in Promotorregionen und Replikationsursprüngen erschöpft sind . Ungefähr 80% des Hefegenoms scheinen von Nukleosomen bedeckt zu sein und das Muster der Nukleosomenpositionierung bezieht sich eindeutig auf DNA-Regionen, die die Transkription regulieren , Regionen, die transkribiert werden, und Regionen, die die DNA-Replikation initiieren. Vor kurzem untersuchte eine neue Studie dynamische Veränderungen der Nukleosomen-Repositionierung während eines globalen transkriptionalen Reprogrammierungsereignisses, um die Auswirkungen auf die Nukleosomen-Verdrängung während genomweiter Transkriptionsänderungen in Hefe ( Saccharomyces cerevisiae ) aufzuklären . Die Ergebnisse legen nahe, dass Nukleosomen, die in Promotorregionen lokalisiert waren, als Reaktion auf Stress (wie Hitzeschock ) verdrängt werden . Außerdem entsprach die Entfernung von Nukleosomen in der Regel auf die Transkriptionsaktivierung und der Ersatz von Nukleosomen in der Regel auf Transkriptionsrepression entsprach, vermutlich weil Transkriptionsfaktor - Bindungsstellen mehr oder weniger zugänglich geworden sind. Im Allgemeinen wurden nur ein oder zwei Nukleosomen am Promotor repositioniert, um diese Transkriptionsänderungen zu bewirken. Jedoch wurde sogar in chromosomalen Regionen, die nicht mit Transkriptionsänderungen assoziiert waren, eine Neupositionierung von Nukleosomen beobachtet, was darauf hindeutet, dass das Bedecken und Freilegen von Transkriptions-DNA nicht notwendigerweise ein Transkriptionsereignis erzeugt. Nach der Transkription muss die rDNA-Region vor Schäden geschützt werden, was darauf hindeutet, dass HMGB-Proteine eine wichtige Rolle beim Schutz der nukleosomfreien Region spielen.
Nukleosom-Assembly in vitro
Nukleosomen können in vitro zusammengebaut werden, indem entweder gereinigte native oder rekombinante Histone verwendet werden. Eine Standardtechnik zum Laden der DNA um die Histone herum beinhaltet die Verwendung von Salzdialyse . Eine Reaktion, die aus den Histonoctameren und einer nackten DNA-Matrize besteht, kann zusammen bei einer Salzkonzentration von 2 M inkubiert werden. Durch stetiges Verringern der Salzkonzentration wird die DNA an eine Position äquilibriert, an der sie um die Histonoctamere gewickelt ist und Nukleosomen bildet. Unter geeigneten Bedingungen ermöglicht dieser Rekonstitutionsprozess die experimentelle Kartierung der Nukleosomenpositionierungsaffinität einer gegebenen Sequenz.
Disulfid-vernetzte Nukleosom-Kernpartikel
Ein neuer Fortschritt bei der Herstellung von Nukleosom-Kernpartikeln mit erhöhter Stabilität beinhaltet ortsspezifische Disulfid- Vernetzungen. In das Nukleosom-Kernpartikel können zwei verschiedene Vernetzungen eingeführt werden. Eine erste Vernetzungen , die beiden Kopien von H2A über ein eingeführtes Cystein (N38C) im resultierenden Histonoktamer die während Nukleosom Rekonstitution stabil gegen H2A / H2B Dimer Verlust ist. Eine zweite Quervernetzung kann zwischen dem H3 N-terminalen Histonschwanz und den Nukleosom-DNA-Enden über ein eingebautes umwandelbares Nukleotid eingeführt werden. Die DNA-Histon-Oktamer-Vernetzung stabilisiert den Nukleosom-Kernpartikel gegen DNA-Dissoziation bei sehr niedrigen Partikelkonzentrationen und bei erhöhten Salzkonzentrationen.
Nukleosom-Assembly in vivo
Nukleosomen sind die grundlegende Verpackungseinheit der DNA, die aus Histonproteinen aufgebaut ist, um die DNA gewickelt ist. Sie dienen als Gerüst für die Bildung einer Chromatinstruktur höherer Ordnung sowie für eine Schicht der regulatorischen Kontrolle der Genexpression. Nukleosomen werden schnell hinter der Replikationsgabel auf neu synthetisierte DNA montiert.
H3 und H4
Histone H3 und H4 aus zerlegten alten Nukleosomen werden in der Nähe gehalten und zufällig auf der neu synthetisierten DNA verteilt. Sie werden vom Chromatin-Assembly-Faktor-1 (CAF-1)-Komplex aufgebaut, der aus drei Untereinheiten (p150, p60 und p48) besteht. Neu synthetisierte H3 und H4 werden durch den Replikationskopplungs-Assembly-Faktor (RCAF) zusammengesetzt. RCAF enthält die Untereinheit Asf1, die an neu synthetisierte H3- und H4-Proteine bindet. Die alten H3- und H4-Proteine behalten ihre chemischen Modifikationen, die zur Weitergabe der epigenetischen Signatur beitragen. Die neu synthetisierten H3- und H4-Proteine werden im Zuge der Chromatin-Reifung nach und nach an verschiedenen Lysinresten acetyliert. Es wird auch angenommen, dass die alten H3- und H4-Proteine in den neuen Nukleosomen histonmodifizierende Enzyme rekrutieren, die die neuen Histone markieren und so zum epigenetischen Gedächtnis beitragen.
H2A und H2B
Im Gegensatz zu den alten H3 und H4 werden die alten H2A- und H2B- Histonproteine freigesetzt und abgebaut; daher werden neu zusammengesetzte H2A- und H2B-Proteine in neue Nukleosomen eingebaut. H2A und H2B werden zu Dimeren zusammengesetzt, die dann durch das Nukleosom-Assembly-Protein-1 (NAP-1) auf Nukleosomen geladen werden, das auch beim Nukleosomengleiten hilft. Die Nukleosomen werden auch durch ATP-abhängige Nukleosomen-Remodeling-Komplexe beabstandet, die Enzyme wie Isw1 Ino80 und Chd1 enthalten, und anschließend zu einer Struktur höherer Ordnung zusammengesetzt.
Galerie
Die Kristallstruktur des Nukleosom- Kernpartikels ( PDB : 1EQZ ) - verschiedene Ansichten, die Details der Histonfaltung und -organisation zeigen. Histone H2A , H2B , H3 , H4 und DNA sind gefärbt.
Siehe auch
Verweise
Externe Links
- MBInfo - Was sind Nukleosomen?
- Nukleosomen auf der Richmond Lab-Website
- Proteopedia Nucleosomen
- Nukleosom am PDB
- Dynamische Remodellierung einzelner Nukleosomen über ein eukaryotisches Genom als Reaktion auf Transkriptionsstörungen
- Nukleosom-Positionierungsdaten und -Tools online (annotierte Liste, ständig aktualisiert)
- Histon-Proteinstruktur
- HistoneDB 2.0 - Datenbank der Histone und Varianten bei NCBI